L'utilisation de réactifs chimiques constituent une nécessité
impérieuse pour l'étude et la détermination des champignons, même si cela rebute nombre de personnes
...
Nous parlerons de réactions microchimiques lorsqu'elles interviennent sur des éléments à observer
impérativement au microscope, sous forme de colorations diverses ou de non colorations.
Il nous paraît intéressant de préciser que ces réactifs ont pour objectif unique d'orienter une
détermination. De même, notre intention n'est pas de faire école et d'imposer des techniques de
manipulation, mais simplement d'exposer notre mode de travail et quelques tours de main. Nous
souhaitons aussi aider les débutants à aborder un travail passionnant, mais qui peut s'avérer
rébarbatif et décourageant, sans la connaissance de quelques élément de bases et astuces pratiques.
Nous pensons qu'il faut toujours s'obliger à examiner une
préparation d'abord dans de l'eau pure, même si celle-ci est destinée à un examen avec d'autres
réactifs ou colorants, car ces derniers, en raison de leur caractère acide ou alcalin, peuvent
dégrader voire dissoudre certaines sécrétions ou excrétions cellulaires, modifier ou altérer
certains pigments, faire disparaître certaines structures ou encore changer l'aspect du contenu
cellulaire. L'eau permet également de percevoir les couleurs " naturelles " de l'objet examiné et
pratiquement, ne coûte quasi rien. Cependant, nous préférons utiliser de l'eau distillée ou
bidistillée, car elle est exempte de calcaire et autres impuretés.
Lorsqu'il s'agit d'observer des spores provenant d'exsiccata
notamment, nous avons constaté qu'elles ont une fâcheuse tendance à flotter à la surface de l'eau
et à migrer vers l'extérieur lorsqu'on pose la lamelle de verre sur la préparation ; pour contrer
cet inconvénient majeur, nous utilisons une solution aqueuse de détergent de vaisselle à 1 %, qui
joue le rôle d'agent mouillant et contribue ainsi à " noyer " les spores dans le milieu d'
observation (le résultat est encore meilleur avec les agents mouillants utilisés pour le
développement photographique).
Lors de l'observation de spores dans de l'eau, nous
rencontrons souvent un phénomène très désagréable : il se forme des courants de déplacement du
liquide qui entraînent les spores et rendent l'observation difficile et la microphotographie
impossible. L'utilisation de milieux d'observation plus denses, comme le lactophénol ou le chloral
lactophénol s'avère alors indispensable. Cependant, nous utilisons également la solution de
détergent mentionnée ci-dessus additionnée de 20 % de glycérine pure. Ces liquide plus visqueux
limitent sensiblement ou totalement les mouvements et empêchent le dessèchement de la préparation
durant plusieurs jours (on parle alors de préparations semi-permanentes).
Lorsqu'on veut obtenir une contraction des vacuoles
cellulaires, on dissout dans l'eau une quantité variable de sel, de sucre ou de glycérine.
Lors des coupes, il arrive que les espaces entre les hyphes soient
remplis d'air, et alors les préparations sont difficilement interprétables ; il suffit de poser
une goutte d'ammoniaque entre lame et lamelle de verre et chauffer jusqu'à ébullition, pour chasser
l'air indésirable.
Il est impératif de " regonfler " les parties dures des
fragments d'exsiccata avant observation ; plusieurs possibilités se présentent :
la soude et la potasse en solution aqueuse à 5 %,
utilisées à froid, sont excellentes, mais le matériel doit y séjourner 1 à 2 jours : ce laps
de temps a pour avantage de faire disparaître le contenu cellulaire, éclaircir les parties
foncées et de faciliter l'études des parois chitineuses qui nous intéressent.
pour des observations immédiates, nous proposons de
regonfler (en quelques secondes) à la chaleur (ébullition), entre lame et lamelle, en utilisant
un des produits suivants :
Les milieux d'observation cités ci-dessus sont placés selon
un ordre dégressif de préférence personnelle.
Une bonne observation d'une dissociation, d'une coupe ou d'une sporée
est grandement améliorée par l'utilisation combinée de colorants. En voici un exemple :
Pour l'étude d'un scalp, nous allons combiner les milieux d'observation, réactifs ou colorants
suivants :
- chloral lactophénol pour le pileipellis
- réactif de Melzer pour les laticifères
- Congo ammoniacal pour les sphérocystes
(éléments semblables aux basides, mais stériles) se retrouvent partout sur un sporophore et leur localisation précise est aidée par un préfixe : voici les termes les plus utilisés !